Диссертационная работа:

Паленко Мария Владимировна. Молекулярно-генетический анализ филогении жуков семейства Coccinellidae : Дис. ... канд. биол. наук : 03.00.15 : Москва, 2004 91 c. РГБ ОД, 61:04-3/1434

ВВЕДЕНИЕ 4

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 7

1.1. Объект исследований 7

1.1.1. Краткая характеристика семейства Coccinellidae 7

1.1.2. Полиморфизм вида Adalia bipunctata 9

1.2. Особенности эволюции мтДНК насекомых 14

1.2.1. Свойства мтДНК 14

1.2.2. Различия в скорости эволюции синонимичных и несинонимичных сайтов 15

1.2.3. Филогения видов на основе изучения мтДНК 25

1.3. Изменчивость рДНК в эволюции эукариот 35

1. 4. Методы филогенетического анализа 38

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ 42

2.1.1. Выделение ДНК 42

2.1.2. Электрофорез 43

2.1.3. Амплификация 43

2.1.4. Получение очищенных ПЦР продуктов 44

2.1.5. Лигирование 44

2.2. Трансформация клеток Е. coli 45

2.2.1. Приготовление компетентных клеток 45

2.2.2.Трансформация компетентных клеток 45

2.2.3. Выделение плазмидной ДНК и очистка для идентификации истинных рекомбинантов 46

2.2.4. Рестрикция рекомбинантных плазмид для установления длины вставки 47

2.3. Секвенирование 47

2.3.1. Подготовка секвенирования и фореза для секвенирования 47

2.3.2. Приготовление реакционной смеси (на одну реакцию) 49

2.4. Компьютерный анализ 50

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Анализ первичной структуры З'-области гена субъединицы I цитохромоксидазы десяти видов кокцинеллид 51

3.1.1. Клонирование и анализ первичной последовательности фрагмента гена цитохромоксидазы I десяти видов божьих коровок 51

3.1.2. Реконструкция филогении десяти видов божьих коровок 64

3.2. Исследование изменчивости нуклеотидных последовательностей участка митохондриального гена цитохромоксидазы I внутри вида Adalia bipunctata 69

3.3. Сравнительный анализ полиморфизма длин внутренних транскрибируемых спейсеров рДНК кокцинеллид 74

4. ВЫВОДЫ 79

5. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 80

6. ПРИЛОЖЕНИЕ 91 

Интерес к проблеме происхождения, филогенетических взаимоотношений, видового состава жуков семейства Coccinellidae обусловлен их значительным фенотипическим разнообразием и высокой географической изменчивостью. Многие виды божьих коровок проявляют полиморфизм по окраске и рисунку на надкрыльях и переднеспинке, и существуют многочисленные данные о зависимости структуры популяций этих видов от экологических условий обитания. В то же время систематика, основанная на сравнении морфологических признаков, для многих видов кокцинеллид затруднена (Добржанский, 1924).

Нет единой точки зрения на таксономический статус видов и географических форм рода Adalia (Лусис, 1973), в частности, формы Adalia bipunctata fasciatopunctata Fald., которая обитает совместно с Adalia bipunctata bipunctata в западной части Забайкалья, Туве и Монголии. В Туве доля божьих коровок с фенотипом fasciatopunctata составляет 50%-57%, в Монголии-до 75%. В ряде работ эта форма рассматривается как самостоятельный вид (Савойская.1983; Bielawski R., 1975; Шарова, 1962), в других как подвид или географическая раса (морфа) (Кузнецов, 1993; Лусис, 1973). До настоящего времени не была изучена возможность использования молекулярно-генетических методов в исследовании центрально-азиатских адалий, отличающихся от европейских окраской надкрылий и переднеспинки.

Сравнительный анализ нуклеотидных последовательностей в последнее время приобретает все большее распространение и признание в качестве метода для уточнения статуса групп, положение и родство которых трудно установить на основании морфологических данных. Наиболее часто в целях молекулярной систематики видов насекомых исследуются области рибосомного кластера (NTS, ITS1, ITS2), митохондриальные гены, эволюционирующие с высокой скоростью.

Использование в качестве эволюционного маркера мтДНК позволяет количественно оценить степень генетической разобщенности между родственными видами при изучении нуклеотидных последовательностей. Вместе с тем, на вопрос, какая степень различий между популяциями соответствует их принадлежности к одному виду, а какая - к разным видам, филогенетический анализ не всегда может дать ответ. В этом случае филогенетический анализ должен быть дополнен сравнительной генетикой вида (Алтухов, 2003). Целесообразно в первую очередь определить степень дивергенции мтДНК между видами семейства Coccinellidae, а также в пределах рода Adalia. При этом различия между видами в пределах рода должны быть соизмеримы с различиями между популяциями в пределах вида (Алтухов, 2003). Кроме того, определение генетических дистанций между видами и построение филогенетических деревьев, к сожалению, не позволяет определить конкретные механизмы, лежащие в основе эволюционного процесса. В рамках диссертационной работы нами была сделана попытка проведения такого исследования на основе анализа эволюционной изменчивости кластера рибосомных генов.

Цель настоящей работы состояла в изучении филогенетических связей внутри семейства Coccinellidae на основе использования участка митохондриального гена (310 пар нуклеотидов), кодирующего субъединицу I цитохромоксидазы, в частности, сравнение тувинских божьих коровок Adalia bipunctata fasciatopunctata и европейских коровок Adalia bipunctata bipunctata на молекулярно-генетическом уровне. Перед нами стояли следующие задачи:

1) амплификация, клонирование и секвенирование фрагмента гена, кодирующего субъединицу I цитохромоксидазы десяти видов (7 родов) кокцинеллид, с целью получения информации о степени вариабельности исследуемого участка мтДНК;

2) проведение филогенетического анализа для определения генетических дистанций между видами семейства Coccinellidae: Harmonia axyridis Pall., Adalia bipunctata L, Adalia decempunctata L, Coccinella quinquepunctata L, Coccinella transversoguttata Fald., Coccinella septempunctata L, Semiadalia notata Laich., Hippodamia tredecimpunctata L, Exochomus quadripustulatus L, Thea vigintiduopunctata L.

3) Амплификация, клонирование и секвенирование фрагмента гена, кодирующего субъединицу I цитохромоксидазы Adalia bipunctata, с целью получения информации о степени внутрипопуляционной вариабельности исследуемого участка мтДНК

4) Анализ эволюционной изменчивости рДНК, включающей ITS1, 5.8S и ITS2, у нескольких видов кокцинеллид.

1. Доля вариабельных сайтов гена, кодирующего субъединицу I цитохромоксидазы при сравнении десяти видов жуков семейства Coccinellidae, составляет 40%. Данный участок характеризуется значительным накоплением мутаций в третьем положении кодонов (70% от количества вариабельных сайтов). Показано, что исследованные нуклеотидные последовательности мтДНК являются информативными для анализа филогенетических взаимотношений на уровне видов и подсемейств.

2. Сравнение нуклеотидных последовательностей гена субъединицы I цитохромоксидазы позволяет выявить филогенетические связи десяти видов кокцинеллид (роды Harmonia, Adalia, Coccinella, Semiadalia, Hippodamia, Exochomus, Thea).

3. Сравнительный анализ нуклеотидных последовательностей 3' - области гена, кодирующего субъединицу I цитохромоксидазы, у представителей Adalia bipunctata L., имеющих различную окраску переднеспинки и надкрылий, из географически удаленных популяций показал отсутствие различий видового уровня между Adalia bipunctata fasciatopunctata и Adalia bipunctata bipunctata.

4. Фрагмент рДНК, включающий транскрибируемые спейсеры, у разных представителей семейства Coccinellidae различается по длине. Внутри вида не было выявлено различий. Таким образом, обнаружен внутривидовой генетический мономорфизм и сальтационный характер эволюции данных участков генома.

1. Айала Ф., Кайгер Дж. Современная генетика. М.: Мир, 1988. С. 202-218.

2. Алешин А. А., Владыченская Н. С., Кедрова О. С., Милютина И. А., Петров Н. Б. Сравнение генов 18S рибосомной РНК в филогении беспозвоночных // Молекулярная биология. 1995. Т. 29. № 6. С. 1408-1440.

3. Алтухов Ю.П. Генетические процессы в популяциях. Москва: ИКЦ "Академкнига". 2003. 254 с.

4. Дядечко Н.Г. Кокцинеллиды Украинской ССР. Киев: Издательство Академии Наук Украинской ССР. 1954. С. 102-108.

5. Добржанский Ф.Г. О географической и индивидуальной изменчивости Adalia bipunctata L. и A. decempunctata L. ( Coleoptera, Coccinellidae) // Русск. Энтом. Обозр. 1924. XVIII. с.

6. Кузнецов В.Н. Жуки-кокцинеллиды (Coleoptera, Coccinellidae) Дальнего Востока России. Часть 2. Владивосток: Дальнаука, 1993. 335 с.

7. Майр Э. Зоологический вид и эволюция. М.: Мир, 1968. 597 с.

8. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование. Москва: Мир, 1984.

9. Медников Б.М., Банникова А.А., Ломов А.А., Мельникова М.Н., Шубина Е.А. Рестриктазный анализ повторяющейся ядерной ДНК, критерий вида и механизм видообразования // Молекулярная биология. 1995. Т. 29. № 6. С. 1308-1319.

10. Ю.Минченко А.Г., Дударева Н.А. Митохондриальный геном. Новосибирск: Наука, 1990. С. 146-148.

11. Митрофанов В.Г., Сорокина С.Ю., Андрианов Б.В. Изменчивость митохондриального генома в эволюции Drosophila // Генетика. 2002. Т. 38. №8. С. 1063-1077.

12. Муха Д.В., Сидоренко А.П. Выявление и анализ доменов последовательности 26S рибосомной ДНК Tetrahymena pyriformis, различающихся по степени эволюционного консерватизма // Молекулярная биология. 1995. Т. 29. С. 529-537.

13. Муха Д.В., Сидоренко А.П. Выявление и анализ доменов последовательности 17S рибосомальной ДНК Tetrahymena pyriformis // Генетика. 1996. Т. 32. № 11. С. 1494-1497.

14. Муха Д.В., Вигманн Б.М., Шал К. Сальтационные изменения в структуре кластера рибосомных генов в процессе эволюции тараканов рода Blatella //Докл. РАН. 1999. Т. 364. № 1. С. 134-139.4

15. Лусис Я.Я. Таксономические отношения и географическое распространение форм жуков рода Adalia Mulsant // Уч. Зап. Латв. Гос. Унт-та. 1973. Т. 184. № 1. С. 5-128.

16. Савойская Г.И. Кокцинеллиды (систематика, применение в борьбе с вредителями в сельском хозяйстве). Алма-Ата. 1983. 245 с

17. Тимофеев Ресовский Н.В. К теории вида / В сб.: Радиационная цитогенетика и эволюция. Труды Института биологии. Вып. 44. АН ССР, Уральский филиал. Свердловск. 1965. С. 11 -21.

18. Шарова С.В. О фауне Тувинской автономной области // Зоолог, журн. 1962. Т. 41. Вып. 8. 1175-1183.

19. Aquadro, C.F., Kaplan, N., Risko K.J. An analysis of the dynamics of mammalian mitochondrial DNA sequence evolution // Mol. Biol. Evol. 1984. V. 1. P. 423-434.

20. Altschul S.F., Gish W., Miller W., Myers E.W., Lipman D.J. Basic local alignment search tool // J. Mol. Biol. 1990. V. 215. P. 403-410.

21. Attardi G., Schatz G. Biogenesis of the mitochondria // Annu. Rev. Cell. Biol. 1988. V. 4. P. 289-333.

22. Avise J. C., Arnold J., Ball R. M., Bermingham E., Lamb Т., Neigel J., Reeb C., Saunders N. Intraspecific phylogeography: The mitochondrial-DNA bridge between population genetics and systematics // Annu. Rev. Ecol. Syst. 1987. V. 18. P. 489-522.

23. Beckenbach A., Wei J., Liu H. Relationships in the Drosophila obscura species group, inferred from mitochondrial cytochrome oxidase II sequences // Mol. Biol. 1993. V. 10. P. 619-634.

24. Bielawski R. Ergebnisse der zoologischen Forschungen von Dr. Z. Kazab in der Mongolei Nr. 352 Coccinellidae V und VI (Coleoptera) // Fragmenta Faunistica. 1975. V. 20. № 16. P. 247-271.

25. Britten R. J. Forbidden synonymous substitutions in coding regions // Mol. Biol. Evol. 1993. V. 10. V. 205-220.

26. Bogdanowicz S., Schaefer P., Harrison R. Mitochondrial DNA variation among world wide population of gypsy moths, Limantria dispar. // Mol. Phyl. Evol. 2000. V. 15. № 3. P. 487 495.

27. Brown W., George M., Wilson A.C. Rapid evolution of animal mitochondrial DNA // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1979. V. 76. P. 1967 1971.

28. Brown W., Prager E., Wang A., Wilson A. Mitochondrial DNA sequence of primates: tempo and mode of evolution // J. Mol. Evol. 1982. V. 18. P. 225 -239.

29. Brown W. The mitochondrial genome of animals. In Molecular Evolutionary Genetics, ed. R. J. Maclntyre. New York: Plenum. 1985. P. 95 130.

30. Clary D., Wolstenholme D. The mitochondrial DNA molecule of Drosophila yakuba: Nucleotide sequence, gene organization and genetic code // J. Mol. Evol. 1985. V. 22. P. 252-271.

31. Clary D., Wolstenholme D. Drosophila mitochondrial DNA: conserved sequence in the A+T rich region and supporting evidence for a secondary structure model of a small ribosomal RNA//J. Mol. Evol. 1987. V. 25. P. 116 -125.

32. Crozier R., Crozier Y. The mitochondrial genome of the honeybee Apis mellifera: complete sequence and genome organization // Genetics. 1993. V. 133. P. 97-117.

33. Clegg M. Molecular diversity in plant populations // Plant population genetics, breeding, and genetic resources / Eds Brown A. H. D., Clegg M. Т., Kahler A. L., Weir B. S. Sinauer, Sunderland, MA, 1990. P. 98 115.

34. Cluster P., Marincovic D., Allard r.,Ayala F. Correlation between developmental rates, enzyme activities, ribosomal DNA spacer length phenotypes and adaptation in Drosophila melanogaster // Procl. Natl Acad. Sci. USA. 1987. V. 84. P. 610 - 614.

35. Davis J., Nixon K. Population, genetic variation and the delimitation f the phylogenetic species // Syst. Biol. V. 41. P. 421 435.

36. Derancourt J., Lebor A.S., Zukerkandl E. Sequence nucleotides et evolution // Bull. Soc. Chim. Biol. 1967. V. 49. P. 577-603.

37. DeSalle R., Freedman Т., Prager, Wilson A. Tempo and mode of sequence evolution in the mitochondrial DNA of Hawaiian Drosophila // J. Mol. Evol. 1987. V. 26. P. 157-164.

38. Disotel Т., Honeycutt R., Ruvolo M. Mitochondrial DNA phylogeny of the old-world monkey tribe Papilioni // Mol. Biol. Evol. 1992. V. 9. P. 1 13.

39. Dobler S., Farrell B. Host use evolution in Chrysochus milkweed beetles: Evidence from behavior, population genetics and phylogeny // Mol. Ecol. 1999. V. 8. P. 1297-1307.

40. Dover G. A molecular drive through evolution // Bioscience. 1982. V. 32. P. 526 533.

41. Farrel B. Evolutionary assembly of the milkweed fauna: cytochrome oxidase I and the age of Tetraopes beetles // Mol. Phyl. Evol. 2001. V. 18. № 3. P. 467 -478.

42. Farris J.S., Kluge A.G., Eckardt M.J. A numeral approach to phylogenetic systematics // Syst. Zool. 1970. V. 19. P. 172 189.

43. Felsenstein J. Phylogenies from molecular sequences: inference and reliability // Annu. Rev. Genet. 1988. V. 22. P. 521 565.

44. Fitch W.M. The estimate of total nucleotide substitutions from pairwise differences is biased // Philos. Trans. R. Soc. (Lond.) B. Biol. Sci. 1986. V. 312. P. 317-324.

45. Fitch W.M., Marcowiz E. An improved method for determining codon variability in a gene and its application to te rate of fixation of mutations in evolution // Biochem. Genet. 1970. V. 4. P. 579 593.

46. French S., Robson B. What is a conservative substitution // J. Mol. Evol. 1983. V. 19. P. 171-175.

47. Gerbi S., Gourse R., Clark C. Conserved regions within ribosomal DNA: Location and some possible functions // The Cell Nucleus, X / Eds Busch H., Rothblum L. N. Y.: Acad. Press, 1982. P. 351 386.

48. Gillespie J.H. The causes of molecular evolution. Oxford University Press, New York. 1991.

49. Harlew R.S. and Tarto S. A two-stage model for the control of rDNA magnification // Genetics. 1985. V. 109. P. 691 -700.

50. Hillis D., Davis S. Evolution of ribosomal DNA: Fifty million years of recorded history in the frog genus Rana // Evolution. 1986. V. 40. P. 1275 1288.

51. Hillis D., Dixon M. Ribosomal DNA: molecular evolution and phylogenetic inference//Q. Rev. Biol. 1991. V. 1991. P. 411 -453.

52. Hodek I. Biology of Coccinellidae. Praque. Academia. 1973. 260 p.

53. Howland D., Hewitt G. Phytogeny of the Coleoptera based on the mitochondrial cytochrome oxidase I sequence data // Insect. Mol. Biol. 1995. V.4. №3. P. 203-215.

54. Irwin D., Kosher Т., Wilson A. Evolution of the cytochrome b gene of mammals // J. Mol. Evol. 1991. V. 32. P. 128-144.

55. Juan C., Oromi P., and Hewitt G.H. Phylogeny of the genus Hegeter (Tenebrionidae, Coleoptera) and its colonization of the Canary Islands deduced from cytochrome oxidase I mitochondrial DNA sequences // Heredity. 1996. Vol. 76. P. 392 403.

56. Juan C., Oromi P., and Hewitt G.H. Mitochondrial DNA sequence variation and phylogeography of Pimelia darkling beetles on the Island of Tenerife (Canary Islands) // Heredity. 1996. V. 77 P. 589 598.

57. Kessing В. H. Strongylocentrotid sea urchin mtDNA: phylogenetic relationships and patterns of molecular evolution. M. S. thesis, Unuversity of Hawaii, Honolulu.

58. Kimura M. A simple method for estimating evolutionary rate of base substitutions through comparative studies of nucleotide sequences // J. Mol. Evol. 1980. Vol. 16. P. 111-120.

59. Kliman R., Andolfatto P., Coyne J., Depaulis F„ Kreitman M., Berry A., McCarter J., Wakeley J., Hey J. The population genetics of the Drosophila simulans comlex species // Genetics. 2000. V. 156. № 4. P. 1913 1931.

60. Kondo R., Horai S., Satta Y., Takahata N. Evolution of hominoid mitochondrial DNA with special reference to the silent substitution rate over the genome // J. Mol. Evol. 1993. Vol. 36. P. 517-531.

61. Kumar S., Tamura K., Nei M. Molecular evolutionary genetic analysis. Version 2.1. The Pennsylvania State University. 2001. University Park. PA 16802.

62. Liu H., Beckenbach. Evolution of the mitochondrial cytochrome oxidase II gene among ten orders of insects // Mol. Phyl. Evol. 1992. V. 1. P. 41 52.

63. Long E. O., Dawid I. B. Repeated genes in eukaryotes //Annu. Rev. Biochem. 1980. V. 49. P. 727-764.

64. Majerus M. E. N. Ladybirds. London: HarperCollins Publ., 1994. 367 p.

65. Mardulin P. Phylogeography f the Vosges mountains populations of Gonostena pallida (Coleoptera: Chrysomelidae): a nested clade analysis of mitochondrial DNA haplotypes // Mol. Ecol. 2001 V. 10. P. 1751 1763.

66. Martin A. P., Naylor G. J. P., Palumbi S. R. Rates of mitochondrial DNA evolution in shares are slow compared with mammals // Nature. 1992. V. 357. P. 153-155.

67. Miyamoto M.p Kraus F., Ryder O. A. Phylogeny and evolution of anlered deer determined from mitochondrial DNA sequences // Procl. Natl Acad. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 6127-6131.

68. Miyata Т., Hayashida H., Kikundo R., Hagesawa M., Kobayashi M., Koike K. Molecular clock of silent substitution: at least sixfold prepondance of silent changes in mitochondrial genes over those in nuclear genes // J. Mol. Evol. 1982. Vol. 19. P. 28-35.

69. Moritz С., Dowling Т.Е., Brown W.M. Evolution of animal mitochondrial DNA: relevance for popular biology and systematics // Annu. Rev. Ecol. Syst. 1987. Vol. 18. P. 269-292.

70. Nevo E., Beiles A. Ribosomal non-transcribed spacer polymorphism in subterranean mole rats: genetic differentiation, environmental correlates and phylogenetic relationships // Evolut. Ecol. 1988. V. 2. P. 139 156.

71. Nice C., Chris, Shapiro A. M. Patterns of morphological, biochemical, and molecular evolution in the Oeneis chryxus Complex (Lepidoptera: Satyridae): a test of historical biogeographical hypotheses // Mol. Phyl. Evol. 2001. V. 20. №1. P. 111-123.

72. Nigro L., Solignac M, Sharp P. Mitochondrial DNA sequence divergence in the melanogaster and oriental species subgroups of Drosophila // J. Mol. Evol. 1991. Vol. 33. P. 156-162.

73. Penny D., Hendy M.D., Steel M.A. Progress with methods for constructing evolutionary trees // Tree. 1992. V. 7. P. 73 79.

74. Rokas A., Nylander A. A., Ronquist F., Stone N. G. A maximum-likelihood analysis of eight phylogenetic markers in gallwasps (Hymenoptera: Cypinidae): implications for insect phylogenetic studies // // Mol. Phyl. Evol. 2002. V. 22. №2. P. 206-209.

75. Roslin T. Spatual population structure in a patchily distributed beetle // Mol. Ecol. 2001 V. 10. P. 823 837.

76. Ruvolo M., Disotel T. R., Allard M. W., Brown M. Resolution of the African hominoid trichotomy by use of a mitochondrial gene sequence // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V. 88. P. 1570 1574.

77. Saitou N, Nei M. The neigbour joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees // Mol. Biol. Evol. 1987. V. 4. P. 406 - 425.

78. Sambrook J., Fritsch E. F., Maniatis T. Molecular Cloning: Laboratory Manual // N. Y.: Cold Spring Harbor Univ. Press. 1989. V. 1 3. 1626 p.

79. Saraste M. Structural features of cytochrome oxidase // Quart. Rev. Biophys. 1990. V. 23. P. 331 -366.

80. Sharp P., Li W.H. On the rate of DNA sequence evolution in Drosophila // J. Mol. Evol. 1989. V. 28. P. 398-402.

81. Shoemaker J.S., Fitch W.M. Evidence from nuclear sequences that invariable sites should be considered when calculating sequence divergence // 1989. Mol. Biol. Evol. 1989. V. 6. P. 270-289.

82. Simon C., Franke A., Martin A. Polymerase chain reaction: DNA extraction and amplification, pp. 329-355. In G.M. Hewitt ed., Molecular techniques in taxonomy. NATO Advanced Studies Institute, H57, Springer, Berlin. 1991.

83. Sperling F., Hickey D. A. Mitochondrial DNA sequence variation in the spruce budworm species complex (Choristoneura: Lepidoptera) // Mol. Biol. Evol. 1994. V. 11. P. 656-665.

84. Suzuki H., Tsuchiya K., Sakaizumi M., Wakana S., Sakura S. Evolution of restriction sites of ribosomal DNA in natural populations of the field mouse, Apodemus speciosus // J. Mol. Evol. 1994. V. 38. P. 107- 112.

85. Suzuki H., Sato Y., Ohba N. Gene diversity and geographic differentiation in mitochondrial DNA of the genji firefly, Luciola cruciata (Coleoptera: Lampyridae) // Mol. Phyl. Evol. 2002. V. 22. № 2. P. 193-205.

86. Swofford D. L., Olsen C.J. Phylogeny reconstruction, pp. 411-501. In D.M. Hillis and Moritz eds., Molecular systematics II. Sinauer, Sunderland, MA. 1990.

87. Swofford D. L. Phylogenetic analysis using parsimony. Illinois Natural History Survey, Urbana, IL. 1993.

88. Temleton A. B. Nested clade analyses of phylogeographic data: testing hypothesis about gene flow and population history // Mol. Ecol. 1998. V. 7. P. 381 397.

89. Thompson J.D., Higgins D.G., Gibson T.J. CLUSTAL-W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequenceweighting, positions specific gap penalties and weight matrix choice // Nucl. Acids Res. 1994. V. 22. p. 4673-4680.

90. Vogler A. P., DeSalle R., Assmann Т., Knisley B. Molecular population genetics of the endangered tiger beetle Cicindela dorsalis (Coleoptera: Cicindelidae) // Ann. Entomol. Soc. Am. 1993. V. 86. № 2. P. 142 152.

91. Vogler A. P., DeSalle R. Phylogeographic patterns in coastal north American tiger beetles (Cicindela dorsalis Say) inferred from mitochondrial DNA sequences // Evol. 1993. V. 47. № 4. P. 1192 1202.